Praktikum an einem der neuesten Labore in Garching: das ist genauso spannend und toll, wie es klingt. Das „TUM Center for Functional Protein Assemblies“, kurz CPA, wurde erst 2017 gebaut. Erforscht werden dort die Funktionsweise und Wirkprinzipien von Proteinen. Dort war ich für drei Wochen in der Forschungsgruppe Reichert, unter der Betreuung von Laura Eichelberger.
Was ich gelernt habe? Kurz: sehr viel und HYGIENE. Die etwas längere Version: viel über verschiedene Arten von Zellkulturen. Wie man sie jeweils pflegt, wie sie wachsen, wie man die Zellen sortiert (bzw. wie man cell sorting mit einem FACS-Gerät macht), und sehr viel Wissen über alles, was mit den Zellen zu tun hat. Außerdem, am wichtigsten: steriles Arbeiten. Absolut nichts darf in die Zellkulturen kommen, sonst läuft man Gefahr, sie zu kontaminieren. Das heißt in der Praxis: desinfizieren, immer an der sterilen Werkbank arbeiten, desinfizieren, Laborkittel tragen, wenig anfassen, desinfizieren und sehr viele Pipetten benutzen.
Ich habe mit Bauchspeicheldrüsenkrebs-Zellen von Mäusen gearbeitet, die so genverändert waren, dass sie fluoreszieren (genauer gesagt waren es mesenchymale und epitheliale Pankreaskarzinomzellen, die mit dem Fluorochrom mNeonGreen gelabelt waren). Diese Zellen wurden in „klassischen“ 2D-Zellkulturen kultiviert. Sie wachsen in besonderen Flaschen, und werden über ein Wachstumsmedium mit Nährstoffen versorgt. Das habe ich ca. alle zwei Tage gewechselt. Weil sich die Zellen teilen und somit wachsen, geht ihnen mit der Zeit der Platz aus, und man muss sie auf neue Flaschen verteilen (das wird auch splitten genannt). Alle 5 Tage wurden die Zellen gesplittet, ein paar Mal auch von mir. Zwischendurch, wenn die Zellen nicht gerade gepflegt werden, sind sie in Inkubatoren untergebracht. Das sind Geräte, die immer dafür sorgen, dass die Zellen die perfekte Umgebung haben mit 5% CO2 , 20% O2, 95% relativer Luftfeuchtigkeit und gemütlichen 37°C. Außerdem sind sie durch eine Auskleidung mit Kupfer etwas besser vor Keimen geschützt.
Gegen Ende des Praktikums haben wir die 2D-Zellkulturen mit einem FACS-Gerät gesortet. FACS steht für „fluorescence activated cell sorting“; das Gerät kann mithilfe verschiedener Laser u.A. die Größe einzelner Zellen, ihre Struktur und die Stärke von Fluoreszenz bestimmen. Wir haben unsere mit mNeonGreen gelabelten Zellen zusätzlich mit 7-AAD gefärbt, damit kann angezeigt werden, ob die Zelle noch lebt. Nach viel Vorbereitung und zwei „Fehlversuchen“ (die jeweils über einen halben Tag beansprucht haben) haben wir es dann geschafft, die Zellen nach Stärke der Fluoreszenz zu sorten, zusätzlich wurden tote Zellen aussortiert. Die übrig gebliebenen Zellen, welche besonders stark fluoreszieren, wurden wieder in Flaschen weiter kultiviert.
Meine Hauptaufgabe während dem Praktikum war aber das Nachverfolgen des Wachstums von sogenannten Organoiden. Dazu habe ich die Organoide 11 Tage lang täglich unter dem Mikroskop fotografiert.
Organoide sind spezielle 3D-Zellkulturen, an denen gerade viel geforscht wird. Die Zellen wachsen dabei nicht auf der Oberfläche von Flaschen, sondern werden in 3D-Gele gesetzt. Dabei werden sie wie die 2D-Zellkulturen über das Wachstumsmedium mit Nährstoffen versorgt (das muss natürlich auch ungefähr alle zwei Tage gewechselt werden). Das Kultivieren in 3D-Gelen bringt sehr viele Vorteile mit sich: z.B. können die Zellen in alle Richtungen expandieren, und sie bilden verschiedenste komplexe Strukturen aus (deswegen sind Organoide auch 3D-Zellkulturen). Die Zellen können untereinander kommunizieren und ziehen beim Wachsen die 3D-Matrix an sich. Sie wandern im Gel und wenn man zwei Organoide in einem Stück 3D-Gel hat, können die beiden Organoide auch miteinander interagieren. Insgesamt unterscheiden sie sich also total von 2D-Zellkulturen.
Die von mir fotografierten Organoide waren von den oben schon erwähnten epithelialen und mesenchymalen Pankreaskarzinomzellen von Mäusen. Von jedem Zelltyp gab es eine 24-Well-Plate mit Organoiden, die ich von Tag 3 bis Tag 13 fotografiert habe. An Tag 13 wurden sie zur Aufbewahrung fixiert. Die dabei verwendeten Stoffe sind allerdings sehr giftig, deshalb wurde die Aufgabe von jemand anderem übernommen.
Die so entstandenen Bilder habe ich anschließend geordnet, sodass man die Daten weiterverwenden kann. Laura hat mir anhand der Bilder gezeigt, wie diese Organoide klassifiziert werden. An der Klassifizierung arbeiten momentan weitere Wissenschaftler der Forschungsgruppe.
Zum Abschluss war ich bei der Vorbereitung für das Einfrieren von Zellen in die Kryostase dabei.
Natürlich hat mir das Praktikum noch mehr geboten als Wissen über Zellkulturen, Zellen, verschiedenste Geräte und Arbeit im Labor. Ich habe viele nette Wissenschaftler*innen kennengelernt, habe Einblicke in das Leben als Wissenschaftler*in bekommen. Und ich habe auch ein bisschen über die Schwierigkeiten erfahren: Lieferschwierigkeiten, Probleme bei der Laborplanung, Mausversuche, Bürokratie, Arbeiten am Wochenende und mehr. Insgesamt kann ich mir es aber definitiv vorstellen, später so zu arbeiten.
Danke für die tolle Zeit und Erfahrung!
